제대혈에서 추출한 조혈 줄기세포

제대혈은 조혈모세포의 증식 잠재력과 재증식 능력 측면에서 조혈모세포의 좋은 공급원입니다. 출생 시 제대혈에는 약하게 결합된 조혈모세포가 충분히 많이 존재한다는 것이 여러 차례 입증되었습니다. 일부 저자들은 제대혈 조혈모세포 이식의 장점은 HLA 항원과 일치하는 공여자를 찾을 필요가 없다는 점이라고 생각합니다. 이들은 신생아 면역 체계의 미성숙으로 인해 면역적격 세포의 기능적 활성이 감소하여 골수 이식보다 심각한 이식편대숙주병 발생률이 낮다고 주장합니다. 동시에, 환자 체중 1kg당 투여되는 조혈모세포의 수가 적더라도 제대혈 이식의 생존율은 골수 이식의 생존율보다 낮지 않습니다. 그러나 우리의 의견으로는 수혜자의 신체에 효과적으로 이식되기 위해 필요한 최적의 이식 제대혈 세포의 수, 면역학적 적합성, 그리고 제대혈 조혈줄기세포 이식 문제의 여러 다른 측면에 대한 문제는 더욱 진지하게 분석되어야 합니다.

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탯줄 혈액에서 조혈모세포 추출

제대혈에서 조혈모세포를 얻는 시술은 출산 직후 채취하여 태반이 자궁 내 또는 자궁 외일 때, 그리고 제왕절개 시뿐만 아니라 자궁 외에서도 태반과 분리해야 합니다. 신생아가 태반에서 분리되는 시간을 출생 순간부터 30초로 단축하면 채취되는 제대혈의 양이 평균 25~40ml 증가하는 것으로 나타났습니다. 이 시술을 늦게 시행하면 같은 양의 혈액이 손실됩니다. 태아를 태반에서 조기에 분리하는 것은 신생아에게 부정적인 영향을 미치지 않는 것으로 알려져 있습니다.

러시아 혈액학 및 수혈학 연구소는 정상 분만(70.2±25.8ml)과 제왕절개(73.4±25.1ml) 모두에서 제대혈을 채취하는 효과적이고 저렴한 기술을 개발했습니다. 유핵세포와 단핵세포의 수율이 각각 83.1±9.6%와 83.4±14.1%로 충분히 높은 제대혈 분리 방법을 제안했습니다. 제대혈 동결보존 방법도 개선되어 단핵세포와 CFU-GM의 높은 보존율(96.8±5.7%)과 89.6±22.6%로 유지되었습니다. Kompoplast-300 용기(러시아)를 이용한 제대혈 채취 배액법의 효율도 확인되었습니다. 저자는 아이가 태어나고 태반에서 분리된 직후, 자궁 내 또는 자궁 외 태반 배치 조건에서 탯줄 혈액을 채취했습니다.탯줄 정맥을 천자하기 전에 탯줄을 5% 요오드 팅크로 한 번 처리한 다음 70% 에틸 알코올로 두 번 처리했습니다.혈액은 연결 튜브를 통해 자발적으로 용기로 흘러 들어갔습니다.채취 과정은 10분을 넘지 않았습니다.배액으로 채취한 66개의 탯줄 혈액 샘플의 평균 용량은 (72+28)ml이고 평균 총 샘플 용량의 백혈구 수는 (1.1+0.6) x 107이었습니다.제대혈의 무균성(세균 오염, HIV-1, B형 및 C형 간염 바이러스, 매독 및 거대세포바이러스 감염)을 분석했을 때, C형 간염 바이러스에 대한 IgG 항체는 단 하나의 샘플에서만 검출되었습니다. 다른 연구에서는 출생 직후 태반을 태아 표면이 아래로 가도록 특수 프레임에 놓았고, 탯줄은 5% 요오드 용액과 75% 에틸 알코올로 처리했습니다.탯줄 정맥은 수혈 시스템(G16)의 바늘을 사용하여 배출했습니다.혈액은 자발적으로 용기로 흘러 들어갔습니다.이 방법으로 수집된 혈액의 평균 용량은 (55+25)ml였습니다.G. Kogler 등(1996)의 연구에서는 폐쇄 방법을 사용하여 탯줄 혈액을 수집했고 많은 양의 혈액을 평균 (79+26)ml 얻었습니다.저자는 574개의 탯줄 혈액 샘플 중 약 7%가 40ml 미만의 혈액을 포함하고 있어 이식에 사용할 수 없다고 언급했습니다.K. Isoyama 등 (1996)은 주사기를 이용한 능동적 배액법으로 제대혈을 채취하여 평균 69.1ml의 혈액을 얻었습니다(제대혈의 양은 15~135ml였습니다). 마지막으로, A. Abdel-Mageed PI 등(1997)은 제대정맥 카테터 삽입을 통해 평균 94ml의 제대혈(56~143ml)을 얻었습니다.

의인성 감염 및 모체 분비물 오염 위험을 줄이기 위해, 미국 일리노이주 디어필드에 위치한 Baxter Healthcare Corp.의 널리 사용되는 수혈 시스템을 기반으로 항응고제인 CPDA(아데닌 함유 구연산-인산-덱스트로스) 62.5ml를 함유하는 폐쇄형 채혈 시스템을 개발했습니다. 세포 현탁액의 양, 함량 및 순도 측면에서 고품질 검체를 제조하기 위해서는 채취 기술이 매우 중요합니다. 기존의 제대혈 채취 방법은 일반적으로 폐쇄형, 반개방형, 개방형 시스템으로 구분되는데, 폐쇄형 시스템이 미생물 오염 위험과 모체 세포에 의한 세포 현탁액 오염 위험을 크게 줄여주기 때문에 개방형 채혈 방식을 선호해야 합니다.

A. Nagler 등(1998)은 세 가지 제대혈 채취 시스템의 효율성을 비교 분석했습니다. 첫 번째 방법은 혈액을 직접 용기에 옮겨 담는 폐쇄형 시스템에서 진행했습니다. 두 번째 방법은 MP1 주사기를 사용하여 혈액을 활발하게 배출한 후 태반 정맥을 세척하고 동시에 용기에 혈액을 배출하는 개방형 방법을 사용했습니다. 세 번째 방법은 주사기를 사용하여 혈액을 활발하게 배출한 후 제대동맥을 통해 배출하는 동시에 용기에 혈액을 배출하는 반개방형 시스템에서 진행했습니다. 첫 번째 방법은 혈액 1ml에 백혈구 함량이 (10.5+3.6) x 106인 (76.4+32.1)ml의 제대혈을 채취하는 것이었 ^습니다. 두 번째 변이에서 해당 지표는 (174.4+42.8)ml와 (8.8+3.4) x 10 ⁶ /ml였고, 세 번째 변이에서는 (173.7+41.3)ml와 (9.3+3.8) x 10 ⁶ /ml였습니다. 제대혈 검체에서 가장 빈번하게 감염이 관찰된 것은 개방형 시스템을 사용했을 때였습니다. 태반 질량과 채취된 혈액량 사이에는 직접적인 상관관계가 확인되었습니다. 태반 질량이 증가할수록 채취되는 혈액량도 증가합니다.

제대혈 채취 후, 분리 단계, 즉 단핵세포 분리 및 적혈구에서 세포 현탁액 정제가 이어집니다. 실험 조건에서, 유핵세포는 염화암모늄으로 적혈구를 용해하는 동안 메틸셀룰로오스를 이용한 침전법을 통해 분리됩니다. 그러나 메틸셀룰로오스는 조혈모세포 손실률이 50~90%에 달하기 때문에 임상 목적으로 사용해서는 안 됩니다. 또한 작업 용액의 양이 많기 때문에 임상에서 적혈구 용해는 거의 시행되지 않지만, CD34+ 표현형을 가진 유핵세포와 CFU-GM 및 CFU-GEMM 기능을 가진 전구세포의 분리율은 상당히 높습니다. 밀도 구배를 이용하여 단핵세포를 분리하는 새로운 방법인 부유 밀도 용액(BDS72)의 출현이 보고되었습니다. 이 물질의 생리적 특성은 다음과 같습니다: pH - 7.4, 삼투압 - 280 mOsm/kg, 밀도 - 1.0720 g/ml. 저자들에 따르면, 이 물질을 사용하면 CD34 양성 세포를 최대 100% 분리하고 적혈구를 98% 제거할 수 있습니다. 그러나 BDS72는 아직 임상에서 사용되지 않습니다.

승인된 제대혈에서 핵세포를 분리하는 방법에서는 일반적으로 10% 히드록시에틸 전분 용액 또는 3% 젤라틴 용액을 사용합니다. 두 경우 모두 적혈구 침강 효율과 핵세포 분리 효율은 거의 동일합니다. 그러나 젤라틴을 침강제로 사용하면 히드록시에틸 전분을 사용할 때보다 약간 더 많은 양의 CFU-GM을 얻을 수 있습니다. CFU-GM 분리 효율의 차이는 핵세포의 개별 분획의 침강 속도 차이 또는 히드록시에틸 전분 분자가 조혈 세포 수용체 표면에 흡수되어 체외에서 CFU-GM 배양에 사용되는 집락 자극 인자에 대한 민감성을 차단하는 능력 때문인 것으로 추정됩니다. 그럼에도 불구하고 두 침강제 모두 대규모 제대혈 은행을 만들 때 핵세포를 분리하는 데 적합할 수 있습니다.

제대혈 분리 및 동결보존 방법은 성인 기증자의 말초혈액 및 골수에서 조혈모세포를 이용하는 방법과 기본적으로 다르지 않습니다. 그러나 제대혈 은행에 대량의 제대혈 샘플을 제공할 경우, 무엇보다도 분리 방법은 저렴해야 합니다. 따라서 안타깝게도 현재 임상적 필요에는 이미 검증된 일반적인 제대혈 분리 및 동결보존 방법이 사용되고 있으며, 더 효과적이지만 비용이 많이 드는 방법들이 여전히 실험자들의 몫입니다.

일반적으로 조혈세포 수 평가 기준과 감염원 확인을 위한 제대혈 검체 검사 요건은 승인되었습니다. 제대혈 조혈세포 이식의 안전성을 보장하기 위해 모든 혈액 검체는 혈행성 감염 및 유전 질환 여부를 주로 검사해야 합니다. 많은 저자들은 알파-지중해빈혈, 겸상 적혈구 빈혈, 아데노신 탈아미노효소 결핍증, 브루톤 무감마글로불린혈증, 헐러병 및 폰터병과 같은 유전 질환을 진단하기 위해 제대혈을 검사하는 추가적인 특수 방법을 권장합니다.

L. Ticheli 외 공동 저자(1998)의 권고에 따라, 각 제대혈 검체에 대해 유핵세포, CD34 양성 세포, CFU-GM 검사를 시행하고, HLA 형을 검사하며, ABO 및 Rh 인자에 따라 혈액형을 결정해야 합니다. 또한, 세균 배양, HIV 및 거대세포바이러스 감염, HBsAg, 바이러스성 C형 간염, HTLY-I 및 HTLV-II(인간 T세포 백혈병), 매독, 톡소플라스마증에 대한 혈청학적 검사를 시행해야 합니다. 거대세포바이러스 및 HIV 감염에 대한 중합효소 연쇄반응(PCR) 검사는 필수입니다.

제대혈 채취 절차는 의료 생명윤리 원칙을 엄격히 준수하여 시행해야 합니다. 채혈 전, 임산부의 동의를 구해야 합니다. 채혈부터 서류 작성까지 모든 시술에 대한 사전 동의를 얻기 위한 임산부와의 상담은 의료진만 진행합니다. 생물학, 화학, 약학 또는 기타 비의학 관련 교육을 받은 의료진은 어떠한 경우에도 이러한 시술을 시행할 수 없습니다. 이는 기존 생명윤리 및 인권 규범 위반에 해당합니다. HBsAg 보균자, C형 간염, HIV 감염, 매독 병원체 항체 양성 판정이 나올 경우, 제대혈 채취를 거부하고 이미 채취된 혈액 검체는 폐기합니다. 신생아의 경우 잠복감염 보균은 성인에 비해 훨씬 적다는 점에 유의해야 합니다. 따라서 탯줄혈액 조혈세포 주입 중 혈액전이 및 감염성 합병증 발생 가능성은 성인 기증 골수를 이식에 사용하는 경우보다 훨씬 낮습니다.

제대혈의 임상적 활용에 있어 중요한 측면 중 하나는 이식 평가로, 제대혈 샘플 내 조혈모세포의 양과 이식에 필요한 세포의 용량을 결정하는 데 기반합니다. 현재 이식에 필요한 제대혈 세포의 최적량에 대한 기준은 아직 개발되지 않았습니다. CD34 양성 세포 수와 CFU-GM과 같은 일상적인 지표에 대해서도 일반적으로 받아들여지는 견해는 없습니다. 일부 저자들은 과립구, 적혈구, 단핵구, 거핵구에 공통적인 콜로니 형성 단위(CFU-GEMM) 함량을 측정하여 장기 배양 분석을 통해 조혈 세포의 잠재력을 평가합니다.

그러나 임상적 환경에서 탯줄혈액 이식에 대한 표준 평가는 일반적으로 핵이 있는 세포나 단핵세포의 수를 결정하는 것만을 포함합니다.

제대혈 조혈모세포의 보관

제대혈의 조혈모세포 보관 기술에도 몇 가지 문제점이 있습니다. 조혈모세포를 동결보관할 때 최적의 동결 모드를 달성하기 위해서는 제대혈의 양을 최대한 줄이고, 용혈 및 적혈구 항원(ABO, Rh) 부적합 반응 발생 위험을 방지하기 위해 적혈구를 미리 제거해야 합니다. 이러한 목적에는 다양한 유핵세포 분리 방법이 적합합니다. 지난 세기 90년대 초, 가장 널리 사용된 방법은 밀도 1.077 g/ml의 피콜(Ficoll) 또는 밀도 1.080 g/ml의 퍼콜(Percoll)을 기반으로 한 밀도 구배를 이용하여 유핵세포를 분리하는 것이었습니다. 밀도 구배를 이용하여 제대혈을 분리하면 주로 단핵세포만 분리할 수 있지만, 조혈모세포의 손실이 최대 30~50%에 달합니다.

제대혈 조혈모세포 분리 과정에서 히드록시에틸 전분의 침전 효율은 다르게 평가됩니다. 일부 저자들은 이 방법을 사용한 분리의 낮은 품질을 지적하는 반면, 다른 연구자들은 반대로 가능한 모든 방법 중 6% 히드록시에틸 전분 용액을 사용하여 제대혈 조혈모세포를 분리하는 것을 선호합니다. 동시에, 조혈모세포 침전 효율이 높다는 점도 강조되는데, 일부 자료에 따르면 이 효율은 84%에서 90%에 달합니다.

다른 관점을 지지하는 사람들은 거의 모든 분획법이 유핵세포의 대량 손실을 초래한다고 생각하며, 원심분리로 제대혈을 적혈구, 백혈구 고리, 혈장의 세 가지 분획으로 분리하는 방법을 제안합니다. 이러한 방식으로 세포를 분리함으로써 저자들은 단핵구, 초기 조혈 전구 세포, CD34+ 면역 표현형을 가진 세포의 함량이 각각 초기 수준의 90%, 88%, 100%에 도달함을 발견했습니다. 이 방법으로 정제된 제대혈 세포의 증가량에 대한 유사한 결과는 다른 연구자들도 얻었습니다. 침강 후 유핵세포의 92%, 단핵세포의 98%, CD34 양성 세포의 96%, 그리고 집락 형성 단위의 106%가 분리되었습니다.

1990년대 후반, 젤라틴은 침전제로 널리 사용되었습니다. 임상에서 젤라틴은 1994년부터 제대혈에서 조혈모세포를 분리하는 데 사용되었습니다. 3% 젤라틴 용액을 사용할 때 핵세포를 분리하는 효율은 88-94%에 이릅니다. 제대혈 은행을 만드는 데 젤라틴을 대량으로 사용하면서 다른 침전제에 비해 장점이 확인되었습니다. 테스트된 각 제대혈 샘플에서 순차적으로 사용하는 조건에서 핵세포를 분리하는 위의 모든 방법의 효율을 비교 분석한 결과, CD34+/CD45+ 표현형을 가진 단핵세포의 수율과 CFU-GM 및 CFU-GEMM의 수 측면에서 3% 젤라틴 용액이 최적의 침전제임이 입증되었습니다. Ficoll 밀도 구배를 사용하는 방법, 하이드록시에틸 전분 및 메틸셀룰로오스를 사용하는 방법은 조혈 세포 손실이 60%에 달해 효과가 현저히 떨어졌습니다.

제대혈 줄기세포 이식량 증가는 제대혈 채취 방법 개발뿐 아니라 보관 방법 개발과도 관련이 있습니다. 장기 보관을 위한 제대혈 준비 및 최적의 동결보존 기술 선택과 직접적으로 관련된 많은 문제가 있습니다. 여기에는 분리 과정 수행의 타당성, 다양한 동결보존 배지 사용, 그리고 이식을 위한 해동 세포 준비 방법 적용 등이 포함됩니다. 제대혈 시료의 운송은 혈액학 센터에서 멀리 떨어진 지역에서 이루어지는 경우가 많습니다. 이와 관련하여, 채취 시점부터 동결보존 시작 시점까지 제대혈의 적정 보관 기간에 대한 문제가 발생하며, 이는 제대혈 은행 구축 시 특히 중요합니다.

액체 질소에서 장기간(최대 12년) 보관한 후 제대혈에서 조혈 세포의 기능적 활동에 대한 연구에 따르면 약 95%의 조혈 세포가 이 기간 동안 높은 증식 능력을 잃지 않는 것으로 나타났습니다. S. Yurasov와 공동 저자(1997)의 연구에서는 제대혈을 실온(22°C) 또는 4°C에서 24시간과 48시간 보관해도 조혈 세포의 생존력이 크게 감소하지 않는 것으로 나타났으며, 각각 초기 수준의 92%와 88%였습니다. 그러나 보관 기간을 3일로 늘리면 제대혈에서 생존 가능한 핵 세포의 수가 크게 감소합니다. 동시에 다른 연구에서는 22°C 또는 4°C에서 2~3일 보관하면 조혈 세포가 아닌 성숙한 과립구의 생존력이 가장 먼저 손상된다는 것을 보여주었습니다.

제대혈 조혈모세포의 생존율은 제대혈 채취 시스템의 구성 요소에 의해 부정적인 영향을 받을 수 있습니다. 24~72시간 동안 제대혈을 보관하는 조건에서 칼슘 이온 결합(ACD, EDTA, XAPD-1)에 의한 작용 기전을 가진 다양한 항응고제가 조혈 전구세포에 미치는 영향을 분석한 결과, 유핵세포의 생존율에 부정적인 영향을 미치는 것으로 나타났습니다. 이와 관련하여, 저자들은 방부제가 없는 천연 헤파린을 20 U/ml 농도로 첨가한 PBS(인산완충액)를 사용할 것을 권장하는데, 이는 비분획 제대혈의 보관 기간을 72시간으로 늘리고 콜로니 형성 단위(CFU)의 기능적 활성을 보존할 수 있다고 판단하기 때문입니다. 그러나 CFU-GM과 CFU-G의 안전성에 대한 연구에서는 동결보관 전 제대혈 보관 시간이 9시간을 초과해서는 안 된다고 밝혔습니다. 분명히 이 경우에 적용해야 할 원칙은 상충되는 데이터가 있는 경우, 탯줄 혈액에 대한 최소 권장 보관 기간을 사용해야 하며, 분리된 세포의 프로그램된 동결을 가능한 한 빨리 시작해야 한다는 것입니다.

제대혈 조혈모세포를 동결할 때는 일반적으로 10% DMSO 용액을 동결 보호제로 사용합니다. 그러나 이러한 농도의 디메틸설폭사이드는 현저한 동결 보호 효과 외에도 제대혈 조혈모세포에 최소한의 노출만으로도 직접적인 세포독성 효과를 나타냅니다. DMSO의 세포독성 효과를 줄이기 위해 노출 온도를 0으로 설정하고, 모든 조작 속도를 높이며, 제대혈 샘플 해동 후 여러 번 세척합니다.

1995년부터 우크라이나 의학 아카데미 산하 혈액학 및 수혈학 연구소는 조혈모세포의 대체 공급원으로서 제대혈에 대한 포괄적인 연구를 목표로 하는 과학적 방향을 발전시켜 왔습니다. 특히, 비분획 및 분획 제대혈의 조혈모세포를 저온 동결보존하는 새로운 기술이 개발되었습니다. 저분자 의료용 폴리비닐피롤리돈이 동결보호제로 사용됩니다. 비분획 제대혈 동결보존법은 동결을 위한 세포 사전 준비 기술과 이식 직전 세포 현탁액의 특수 처리 기술을 기반으로 합니다.

동결보존된 조혈줄기세포의 기능 활성 수준에 영향을 미치는 가장 중요한 요인 중 하나는 세포 현탁액의 냉각 속도이며, 특히 결정화 단계에서 냉각 속도가 중요합니다. 동결 속도와 시간 문제를 해결하는 소프트웨어 접근법은 이식 전에 동결보호제에서 세포 현탁액을 세척하지 않고도 간단하고 효과적인 동결보존 방법을 개발할 수 있는 훌륭한 기회를 제공합니다.

세포 제조 과정에서 세포의 생존력에 가장 위험한 단계는 직접 동결 및 해동 단계입니다. 조혈 세포를 동결할 경우, 세포간 매질이 액체 상태에서 고체 상태로 전이되는 순간, 즉 결정화 과정에서 세포의 상당 부분이 파괴될 수 있습니다. 세포 사멸률을 줄이기 위해 동결 보호제를 사용하는데, 이의 작용 기전과 동결 보호 효과는 과학 문헌에 충분히 설명되어 있습니다.

골수와 제대혈 세포의 동결보존 방법을 최적화하기 위한 유망한 방향은 서로 다른 작용 기전을 지닌 여러 동결보호제를 하나의 용액에 낮은 농도로 결합하는 것입니다. 예를 들어, 세포 내에서 작용하는 DMSO와 세포 밖에서 보호 효과가 있는 하이드록시에틸 전분이나 알부민을 결합하는 것입니다.

제대혈 세포의 동결보존에는 전통적으로 20% DMSO 용액을 사용하며, 얼음 수조에서 동결보호제와 세포 현탁액의 비율이 1:1이 될 때까지 세포 현탁액에 천천히 부어넣습니다. 디메틸설폭사이드의 최종 농도는 10%입니다. 그런 다음, 세포 현탁액을 프로그래밍된 극저온 장치에서 GS/min의 속도로 -40°C까지 냉각한 후, 냉각 속도를 10°C/min으로 증가시킵니다. -100°C에 도달하면, 세포 현탁액이 담긴 용기를 -196°C의 액체 질소에 넣습니다. 이 동결보존 기술을 사용하면 해동 후 기능적으로 활성인 단핵세포의 보존율이 원래 수준의 85%에 도달합니다.

동결보존 방법의 변형은 하이드록시에틸 전분을 첨가하여 DMSO 농도를 낮추는 것을 목표로 합니다(디메틸설폭사이드와 하이드록시에틸 전분의 최종 농도는 각각 5%와 6%). 이러한 동결보호제 조합은 골수세포 현탁액을 동결할 때 높은 효율을 보였으며, 10% 디메틸설폭사이드 용액만 사용했을 때와 동일한 수준의 세포 보호 효과를 보였습니다. 생존 가능한 유핵세포 수는 초기 수준의 96.7%에 도달했으며, CFU-GM 수로 추정된 기능 활성은 81.8%였습니다.

5~10% 농도의 디메틸 설폭사이드 용액을 4% 히드록시에틸 전분(최종 농도)과 함께 사용했을 때, 이러한 디메틸 설폭사이드 농도 범위에서 CD34 양성 세포의 안전성은 거의 변하지 않는 것으로 나타났습니다. 동시에, 디메틸 설폭사이드 농도가 5%에서 2.5%로 감소하면 제대혈 세포의 대량 사멸이 관찰되어 생존 세포 단위 수가 85.4%에서 12.2%로 감소했습니다. 다른 저자들은 제대혈 조혈 줄기세포의 동결보존 중 최대 효율로 세포 보호를 제공하는 것은 5% 및 10% 디메틸 설폭사이드 용액(본 저자의 버전 - 자가 혈청과 함께 사용)이라는 결론에 도달했습니다. 또한, 5% 또는 10% 디메틸설폭사이드와 4% 히드록시에틸 전분 용액을 병용한 경우, 연속 동결 및 해동된 세포의 높은 보존성이 관찰되었으며, 특히 냉각 속도를 GS/분으로 조절했을 때 더욱 그러했습니다. 또 다른 연구에서는 DMSO, 정제된 인간 알부민, RPMI 배지의 세 가지 성분을 1:4:5 비율로 혼합한 동결 보호 용액을 세포 현탁액에 동일한 부피비(디메틸설폭사이드의 최종 농도는 5%)로 첨가했습니다. +4 GS의 수조에서 해동 후, CFU-GM의 보존율은 94%를 초과했습니다.

일부 저자들은 적혈구 제거 과정에서 상당량의 조혈 세포가 손실되기 때문에, 비분획 제대혈을 동결보존에 사용할 것을 제안합니다. 이 방법에서는 단핵세포를 동결결정화의 손상으로부터 보호하기 위해 10% 디메틸설폭사이드 용액을 사용합니다. 동결은 분당 GS의 일정한 냉각 속도로 -80°C까지 진행되며, 이후 제대혈 세포 현탁액을 액체 질소에 담급니다. 이 동결법은 적혈구의 부분 용해를 유도하므로 혈액 검체를 분획할 필요가 없습니다. 해동 후, 세포 현탁액에서 유리 헤모글로빈과 디메틸설폭사이드를 인간 알부민 용액이나 환자 자가 혈청으로 세척하여 이식에 사용합니다.

비분획 제대혈의 해동 후 조혈 전구세포의 보존율은 분획 제대혈보다 확실히 높습니다. 그러나 일부 적혈구의 동결 안정성으로 인해 ABO 부적합 적혈구 수혈 시 심각한 수혈 후 문제가 발생할 수 있습니다. 또한, 비분획 제대혈의 보관 용량이 크게 증가합니다. 임상적 관점에서는 다른 세포 분획에서 분리 및 정제된 제대혈 조혈세포의 동결 보존이 여전히 더 바람직합니다.

특히, 분획된 제대혈 세포의 동결보존 방법이 개발되어 동결 준비 단계에서 적혈구를 분리할 수 있게 되었으며, 이 방법에서는 혈장 대체 용액인 "스타비졸"의 일부로 6% 히드록시에틸 전분 용액을 사용합니다. 이렇게 얻어진 세포 현탁액은 해동 후 별도의 조작 없이 임상에 사용할 수 있습니다.

따라서 현재 제대혈 동결보존에는 매우 효과적인 방법들이 많이 있습니다. 이러한 방법들의 근본적인 차이점은 혈액 샘플을 미분획 상태로 동결시키거나, 준비 단계에서 세포 분획으로 분리하는 반면, 적혈구가 혼합되지 않은 유핵 세포를 준비한다는 것입니다.

제대혈 조혈모세포 이식

1980년대 후반과 1990년대 초, 임신 중 태아의 생명 유지를 담당하는 제대혈에 조혈모세포 함량이 높다는 사실이 밝혀졌습니다. 제대혈 세포를 얻는 것이 비교적 간단하고 윤리적인 문제가 없다는 점이 제대혈 줄기세포를 실제 의학에 사용하는 데 기여했습니다. 판코니빈혈 아동에게 최초로 성공한 제대혈 이식은 제대혈 줄기세포 이식 규모를 확대하고 이식을 위한 은행 시스템을 구축하는 데 있어 시발점이 되었습니다. 세계 제대혈 은행 시스템에서 가장 큰 규모는 미국 국립보건원(NIH)의 대차대조표에 등재된 뉴욕 태반혈액센터입니다. 이 은행에 보관된 제대혈 샘플 수는 2만 건에 육박합니다. 이식을 성공적으로 받은 수혜자(대부분 아동) 수도 증가하고 있습니다. 미국 보건부에 따르면, 탯줄혈액 이식 수혜자의 이식 후 재발 없는 수명은 이미 10년을 넘었습니다.

이는 놀라운 일이 아닙니다. 제대혈의 조혈 능력에 대한 수많은 연구에서 초기 줄기세포의 양과 질 측면에서 성인 골수보다 열등하지 않을 뿐만 아니라 어떤 면에서는 능가한다는 사실이 밝혀졌기 때문입니다. 제대혈 줄기세포의 높은 증식 잠재력은 세포 신호 전달의 개체발생적 특성, 조혈 줄기세포(HSC)에 특정 성장 인자 수용체가 존재하고, 제대혈 세포가 성장 인자를 자가분비하여 생성할 수 있는 능력, 그리고 텔로미어의 크기와 길이가 길기 때문입니다.

따라서 탯줄혈액 조혈줄기세포의 유전체적 및 표현형적 특성은 수혜자 신체에서 기증자 조혈 기능을 회복할 가능성이 높은 이식편의 고품질 생착을 미리 결정합니다.

제대혈 조혈모세포의 이점

다른 조혈모세포 공급원에 비해 제대혈 조혈모세포를 이식에 사용하는 실질적인 장점 중 하나는 (태반을 고려하지 않는다면) 기증자의 건강에 대한 위험이 거의 없고 전신 마취가 필요 없다는 점입니다. 제대혈을 사용하면 부분적으로 HLA가 일치하는 이식(항원 1개에서 3개로 불일치)이 가능하기 때문에 세포 이식의 가능성이 커집니다. 제대혈 조혈모세포를 냉동 상태로 장기간 보관하는 방법이 개발되어 희귀 HLA 유형을 확보할 가능성을 높이고 동종 이식을 위한 HLA가 일치하는 이식편을 찾는 데 걸리는 시간을 단축할 수 있습니다. 동시에 전염성 경로를 통해 전파되는 특정 잠복 감염 발생 위험도 크게 감소합니다. 또한, 자가 이식에 제대혈 세포를 사용할 수 있기 때문에 저렴한 형태의 생물학적 생명 보험이 제공됩니다.

그러나 태반에서 채취할 수 있는 혈액의 양이 적기 때문에(평균 100ml 이하) 탯줄 정맥에서 최대한 많은 양의 혈액을 채취하는 것과 동시에 채취한 탯줄 혈액 샘플의 세균 오염 위험을 최소화하는 조건을 엄격히 준수하는 것이 중요합니다.

제대혈의 원시 조혈세포는 일반적으로 표면에 CD34 당인단백질의 존재 여부와 시험관 내 클론형성 또는 콜로니 형성을 연구하여 기능적 특성을 확인하여 동정합니다. 비교 분석 결과, 제대혈과 골수에서 단핵구 분획 내 CD34 양성 세포의 최대 함량은 각각 1.6%와 5.0%였고, CD34 양성 세포 아집단의 최대 콜로니 형성 단위(CFU)는 각각 80%와 25%였으며, CD34 양성 세포의 총 클로닝 효율은 각각 88%와 58%였고, 높은 증식 잠재력을 가진 콜로니 형성 세포(CD34 양성 세포 집단 내 HPP-CFC)의 최대 함량은 각각 50%와 6.5%였습니다. CD34+CD38 세포 클로닝 효율과 사이토카인 자극에 대한 반응 능력 또한 제대혈 조혈줄기세포에서 더 높다는 점을 덧붙여야 합니다.

표현형 항원인 Thy-1, CD34, CD45RA의 조합은 제대혈 조혈 세포의 높은 증식 잠재력을 확인시켜 주며, 제대혈 세포 표면에서 이 세 항원의 발현은 이들이 줄기세포에 속함을 시사합니다. 또한, 제대혈에는 선형 분화 마커가 없는 CD34+ 표현형을 가진 세포가 포함되어 있음이 밝혀졌습니다. 제대혈에서 CD34+/Lin 표현형을 가진 세포 아형의 수준은 전체 CD34 양성 세포의 약 1%입니다. 제대혈의 조혈 전구 세포는 림프계 세포주와 선형 세포 분화의 다능성 골수계열을 모두 생성하는데, 이는 이들이 줄기세포에 속함을 시사합니다.

이미 언급했듯이, 골수와 제대혈의 유의미한 차이는 한 번의 채취 과정에서 얻은 조혈모세포의 양에 있습니다. 골수 이식 시 분리, 동결보관, 해동 및 검사 과정에서 세포 질량 손실이 40~50% 이내로 허용 가능하다면, 제대혈의 경우 이러한 세포 손실은 매우 중요합니다. 조혈모세포(HSC)가 부족하면 이식이 효과적이지 않을 수 있기 때문입니다. G. Kogler 외(1998)에 따르면, 수혜자의 체중이 10kg인 세포 이식의 경우, 모든 제대혈 검체(수집된 제대혈 검체 총 수는 2,098개)가 잠재적 이식 대상이 될 수 있으며, 체중이 35kg인 경우 67%, 체중이 50~70kg인 경우 25%만이 효과적인 이식을 제공할 수 있습니다. 이러한 임상적 상황은 기존 제대혈 세포 채취, 재생 및 보관 방법의 효율성을 최적화하고 개선해야 할 필요성을 시사합니다. 따라서 현재 문헌에서는 혈액은행을 만들기 위한 탯줄 혈액의 채취, 검사, 분리 및 동결보관 방법의 표준화 문제와 임상에서의 활용에 대한 논의가 활발히 진행되고 있으며, 탯줄 혈액의 조혈모세포를 보관하는 조건과 기간도 규정하고 있다.

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탯줄혈액 조혈모세포의 의학 활용

^{일반적으로 제대혈에서 최대 106개의} 조혈줄기세포를 분리할 수 있으며, 그 이상 분리하는 경우는 드뭅니다. 이와 관련하여, 제대혈에서 이 정도의 조혈줄기세포를 분리하는 것이 성인 수혜자의 조혈 기능을 회복하는 데 충분한지에 대한 의문은 오늘날까지도 여전히 남아 있습니다. 이 문제에 대한 의견은 분분합니다. 일부 연구자들은 이 정도의 양이 소아 이식에는 충분하지만, 성인 이식에는 너무 적다고 생각합니다. 성인의 경우, 체중 1kg당 (7-10) x 106개의 CD34 양성 세포가 도입되는 것이 최적량이며 ^, 이식당 평균 7 x 108 ^개입니다. 이러한 계산에 따르면, 제대혈 한 샘플에는 성인 환자에게 한 번 이식하는 데 필요한 것보다 700배 적은 조혈줄기세포가 포함되어 있습니다. 그러나 이러한 정량적 평가는 수혈된 골수 세포의 수를 유추하여 이루어졌으며 조혈의 개체발생학적 특성을 전혀 고려하지 않았습니다.

특히, 골수 조혈 전구 세포에 비해 제대혈 조혈 줄기세포의 증식 잠재력이 더 높다는 사실은 무시됩니다. 체외 콜로니 형성 전위 연구 결과는 제대혈 1회 투여로 성인 수혜자의 조혈 기능을 재구성할 수 있음을 시사합니다. 한편, 제대혈 줄기세포의 수는 배아 발달 중에도 감소한다는 점을 간과해서는 안 됩니다. 제대혈 내 CD34 양성 세포의 함량은 임신 20주(연구에 사용된 혈액은 조기 임신 중절 기간 동안 채취됨)부터 40주(생리적 분만 기간)까지 5배씩 선형적으로 감소하며, 이와 동시에 선형 세포 분화 마커의 발현이 지속적으로 증가합니다.

제대혈 검체에서 전구세포의 정량적 측정에 대한 표준화된 접근법이 부족하여 제대혈 조혈모세포의 최적 용량에 대한 논쟁이 계속되고 있습니다. 일부 연구자들은 수혜자의 체중에 따라 재계산된 유핵세포와 단핵세포의 수, 즉 용량을 제대혈 검체 선택 기준으로 사용할 수 있다고 생각합니다. 일부 저자들은 조혈모세포(HSC) 자가이식의 경우에도 CD34+ 세포의 최소 정량 역치가 2 x 106 ^/ kg이라고 생각합니다. 동시에 조혈모세포 용량을 5 x 106 ^/ kg(단 2.5배)으로 증가시키면 이식 후 초기 경과가 더욱 양호해지고 감염 합병증 발생률이 감소하며 예방적 항생제 치료 기간이 단축됩니다.

E. Gluckman 등(1998)에 따르면, 종양혈액학에서 제대혈 세포 이식의 성공 조건은 수혜자 체중 1kg당 최소 3.7 x 10 ^7개의 유핵세포를 도입하는 것입니다. 조혈모세포의 투여량을 환자 체중 1kg당 1 x 10 ⁷ 개 이하의 유핵세포로 줄이면 이식 실패 및 혈액암 재발 위험이 급격히 증가합니다. 조혈모세포의 동종이식 후 조혈 기능을 빠르게 회복하는 데 필요한 최소 전구세포 수는 아직 알려지지 않았습니다. 이론적으로는 하나의 세포를 사용하여 이를 달성할 수 있지만, 골수 이식의 임상 실무에서는 환자 체중 1kg당 최소 (1-3) x 10 ^{8개의 유핵세포를 수혈함으로써 빠르고 안정적인 생착이 보장됩니다.}

최근 종양혈액학에서 HSC의 최적 수를 결정하기 위한 세부 연구에는 이식된 물질에서 CD34 양성 세포의 함량에 따라 할당된 세 그룹의 환자 관찰이 포함되었습니다.첫 번째 그룹의 환자에게는 (3-5) x 10 ⁶ 세포/kg이 투여되었습니다.두 번째 그룹 환자의 HSC 용량은 (5-10) x 10 ^{6 세포/kg이었고 세 번째 그룹의 환자에게는 10 x 106} CD34+ 세포/kg 이상이 이식되었습니다.가장 좋은 결과는 CD34 양성 세포 수가 (3-5) x 10 ⁶ /kg인 이식을 받은 수혜자 그룹에서 관찰되었습니다.이식된 세포의 용량을 5 x 10 ⁶ /kg 이상으로 증가시키면 통계적으로 유의미한 이점이 나타나지 않았습니다. 이 경우, 이식편 내 조혈모세포(HSC) 함량이 매우 높으면(> 10 x 10 ⁶ /kg) 상당수의 잔류 종양 세포가 재주입되어 질병이 재발하는 것으로 나타났습니다. 이식된 동종이형 전구세포의 수와 이식편대숙주반응(GVRH) 발생 간의 직접적인 연관성은 아직 규명되지 않았습니다.

제대혈 이식에 대한 축적된 세계적 경험은 제대혈 이식의 높은 재증식 잠재력을 입증합니다. 제대혈 이식의 생착률은 도입된 유핵세포 수와 상관관계가 있습니다. 최상의 결과는 3 x 107 ^/ kg 용량의 이식에서 관찰되었으며, 골수의 경우 2 x 108/kg 용량입니다 ^. 협력 센터의 자료에 따르면, 2000년 말 전 세계적으로 1,200건의 제대혈 이식이 시행되었으며, 이는 주로 친인척(83%)으로부터 이루어졌습니다. 따라서 제대혈은 혈모세포증 환자에게 골수 이식의 대안으로 고려되어야 함은 분명합니다.

동시에, 조혈 조직의 원천이 신생아인 제대혈이라는 점은 조혈 줄기세포(HSC)의 기능적 특징을 고려할 때 낙관적인 전망을 가능하게 합니다. 동시에, 조혈 무형성증 성인 수혜자의 조혈 기능을 회복하기 위해 제대혈 검체 한 개만으로 충분하다는 의문은 임상 경험에 의해서만 해답을 얻을 수 있습니다. 제대혈 이식은 백혈병 및 골수이형성 증후군, 비호지킨 림프종 및 신경모세포종, 재생불량성 빈혈, 선천성 판코니 빈혈 및 다이아몬드-블랙판 빈혈, 백혈구 부착 결핍증, 바 증후군, 군터병, 헐러 증후군, 지중해빈혈 등 다양한 종양 및 비종양 질환의 치료 프로그램에 사용됩니다.

제대혈 조혈모세포 이식의 면역학적 측면은 세심한 주의와 별도의 연구가 필요합니다. HLA 적합성이 불완전한 기증자의 제대혈 줄기세포 이식의 경우, 이식 결과가 상당히 만족스러운 것으로 나타났는데, 이는 저자들의 연구에 따르면 골수보다 제대혈 세포의 면역 반응성이 낮음을 시사합니다.

제대혈의 세포 구성에 대한 상세한 연구를 통해 면역 체계의 효과기 세포의 표현형 스펙트럼과 기능적 활성의 특징이 밝혀졌으며, 이를 통해 제대혈을 '이식편대숙주' 반응 발생 위험이 비교적 낮은 조혈모세포(HSC)의 공급원으로 고려할 수 있었습니다. 제대혈 면역적격 세포의 기능적 미성숙 징후 중 하나는 사이토카인 생성 불균형과 면역 반응의 사이토카인 조절에 대한 민감도 감소입니다. 이로 인한 세포독성 림프구의 활성 억제는 이식된 조혈 조직에 대한 면역 관용 형성에 기여하는 요인으로 여겨집니다. 성인 공여자의 말초혈 및 골수와는 달리, 제대혈 림프구 집단에서는 비활성의 미성숙 림프구와 억제 세포가 우세합니다. 이는 제대혈 T-림프구의 면역 반응 준비도가 낮음을 시사합니다. 탯줄 혈액 세포의 단핵구 집단의 중요한 특징은 기능을 완벽하게 갖추고 활성적인 항원 제시 세포의 함량이 낮다는 것입니다.

한편, 제대혈의 면역 체계 작용 세포 성숙도가 낮다는 점은 공여자와 수혜자 세포 간의 면역 갈등 강도를 감소시켜 임상에서 제대혈의 사용 적응증을 확대합니다. 그러나 다른 한편으로는 "이식편 대 숙주" 반응의 발현 정도와 이식의 항암 효과, 즉 "이식편 대 백혈병" 효과의 발현 사이에 상관관계가 있다는 것이 알려져 있습니다. 이와 관련하여 제대혈 세포의 항암 세포독성에 대한 연구가 수행되었습니다. 그 결과, 면역 적격 제대혈 세포의 항원 자극에 대한 반응이 상당히 약화되었음에도 불구하고, 주로 활성화되는 림프구는 자연살해세포와 살상 유사 세포이며, 이러한 세포들이 항암 세포독성 작용 기전에 적극적으로 관여한다는 것을 알 수 있었습니다. 또한, 제대혈에서 CD16+CD56+ 및 CD16+TCRa/p+ 표현형을 가진 림프구 아형이 발견되었습니다. 활성화된 이러한 세포들은 "이식편 대 백혈병" 반응을 나타내는 것으로 추정됩니다.

우크라이나 의과대학 종양학 연구소에서는 항암화학요법 및 방사선요법으로 인해 조혈기능 저하가 지속되는 암 환자에게 동결보존된 제대혈 조혈줄기세포를 투여했습니다. 이러한 환자에게 제대혈 조혈줄기세포 이식을 시행한 결과, 말초혈액 내 성숙형성인자 함량이 지속적으로 증가하고 세포 및 체액 면역 상태를 나타내는 지표가 증가하는 등 저하된 조혈기능이 매우 효과적으로 회복되었습니다. 제대혈 조혈줄기세포 이식 후 안정적인 재증식 효과 덕분에 치료 과정을 중단하지 않고도 방사선요법과 항암화학요법을 지속할 수 있습니다. 종양혈액학 환자에게 제대혈 조혈줄기세포를 동종이식한 경우의 효율성이 더 높다는 연구 결과가 있습니다. 동종이식 환자의 경우, 제대혈 조혈줄기세포를 사용한 경우 연간 종양 질환 재발 위험이 25%로, 동종이식 골수 이식 환자의 40%보다 낮았습니다.

동결보존된 제대혈 줄기세포의 작용 기전은 신생아 세포가 조혈 성장 인자를 자가분비하여 생성하는 독특한 능력으로 인해 수혜자 조혈이 체액에 의해 자극되는 결과이며, 공여 세포의 일시적인 생착(수혈 후 7~15일째 수혜자 말초혈액 내 태아 헤모글로빈 함량이 초기 데이터 대비 확실하게 증가한 것으로 입증됨)의 결과라고 볼 수 있습니다. 제대혈 수혜자에서 수혈 후 반응이 나타나지 않은 것은 면역적격 세포의 상대적인 내성 때문이며, 동결보존된 물질의 생물학적 적합성에 대한 신뢰 기준이기도 합니다.

제대혈 T 림프구 살해 전구세포는 외인성 사이토카인 자극에 의해 활성화될 수 있으며, 이는 이식 림프구의 항종양 세포독성을 유도하여 후속 면역치료를 위한 새로운 생체외 및 생체내 방법을 개발하는 데 활용됩니다. 또한, 제대혈 면역적격 세포의 유전체는 아직 "미성숙"되어 있어 분자 모델링 기법을 통해 항종양 활성을 증진시키는 데 활용될 수 있습니다.

오늘날 제대혈은 주로 소아 혈액학 분야에서 널리 활용되고 있습니다. 급성 백혈병 소아의 경우, 골수 동종이식에 비해 제대혈 조혈모세포의 동종이식은 이식편대숙주병 발생률을 유의미하게 감소시킵니다. 그러나 이는 호중구 감소증 및 혈소판 감소증의 지속 기간이 길어지고, 안타깝게도 이식 후 100일 사망률이 더 높다는 단점이 있습니다. 말초혈액에서 과립구와 혈소판 수치 회복 기간이 길어지는 것은 CD34 양성 제대혈 세포의 개별 아형이 충분히 분화되지 않았기 때문일 수 있으며, 이는 방사성 로다민의 낮은 흡수율과 표면 CD38 항원의 낮은 발현에서 확인할 수 있습니다.

동시에, 적합한 비혈연 골수 기증자가 없고 자가 조혈모세포(HSC)를 이용할 수 없는 상황에서 성인 환자에게 제대혈 조혈모세포를 이식한 결과, 30세 미만 환자군에서 1년 무재발 생존율(73%)이 높았습니다. 수혜 연령대(18~46세)를 확대하자 생존율이 53%로 감소했습니다.

골수와 제대혈에서 CD34+ 표현형을 가진 세포의 정량적 분석은 골수에서 더 높은 함량(3.5배)을 보여주었지만, 제대혈에서 CD34+HLA-DR 표현형을 가진 세포가 유의미하게 우세한 것으로 나타났습니다. 면역학적 마커 CD34+HLA-DR을 가진 혈액 세포는 면역 표현형 CD34+HLA-DR+을 가진 세포보다 더 활발하게 증식하는 것으로 알려져 있으며, 이는 시험관 내에서 장기 조혈 세포 배양의 성장에 대한 실험적 연구에서 확인되었습니다. CD34+CD38 표현형을 가진 원시 세포 전구체는 제대혈과 골수 모두에 포함되어 있지만, 마커 세트 CD34+CD38을 가진 제대혈 세포는 성인 기증자의 골수에서 분리한 동일한 표현형의 조혈 세포보다 클론형성 활성이 더 높습니다. 또한, CD34+CD38 면역 표현형을 지닌 탯줄혈 세포는 사이토카인 자극(IL-3, IL-6, G-CSF)에 반응하여 더 빠르게 증식하고 골수 세포보다 장기 배양에서 7배 더 많은 집락을 생성합니다.

제대혈 줄기세포 은행

새로운 실용 의학 분야인 제대혈 줄기세포 이식의 적절한 발전과 골수 조혈모세포 이식의 시행을 위해서는 미국과 유럽에 이미 구축된 광범위한 혈액은행 네트워크가 필요합니다. 국내 제대혈 은행 네트워크는 넷코드은행협회(Netcord Bank Association)를 통해 통합되어 있습니다. 국제 제대혈은행 협회 설립의 타당성은 비혈연 이식을 위해 다량의 제대혈 샘플이 필요하며, 이를 통해 HLA가 일치하는 기증자를 선정할 수 있다는 사실에 기인합니다. 다양한 HLA 유형의 혈액 샘플을 보관하는 은행 시스템을 구축하는 것만이 필요한 기증자 확보 문제를 실질적으로 해결할 수 있습니다. 이러한 제대혈은행 시스템을 구축하려면 현재 국제적으로 논의되고 있는 윤리적 및 법적 규범의 사전 마련이 필요합니다.

우크라이나에서 탯줄혈액 은행을 만들려면 일련의 규정과 문서를 마련해야 합니다.

우선, 제대혈 채취, 분획 및 동결 방법의 표준화가 필요합니다. 산부인과 병원의 제대혈 채취 규정을 의료 윤리 규정에 따라 규정하여 이식 성공률을 보장하는 최소 제대혈량을 확보해야 합니다. 조혈 전구세포의 질과 양을 평가하는 다양한 기준, HLA 검사법, 제대혈 주입 중 전파될 수 있는 유전 질환 및 감염성 질환 진단법을 비교 및 표준화하여 건강한 기증자 선정을 위한 공통 기준을 마련해야 합니다. 또한, 제대혈에서 채취한 혈청, 세포, DNA를 위한 별도의 보관 시설 마련 문제도 논의할 가치가 있습니다.

골수 기증자 등록부와 연계하기 위한 제대혈 데이터 컴퓨터 네트워크를 구축하는 것이 절대적으로 필요합니다. 세포 이식학의 발전을 위해서는 HLA가 일치하는 친인척과 비친인척 기증자의 제대혈 및 골수 이식 결과를 비교하는 특별 프로토콜을 개발해야 합니다. 부모의 사전 동의를 포함한 문서 표준화와 아동의 유전적 및/또는 감염성 질환 발견 시 어머니 또는 친인척에게 알리는 것은 제대혈 세포의 임상적 사용에 따른 윤리적, 법적 문제를 해결하는 데 도움이 될 수 있습니다.

우크라이나에서 세포 이식이 발전하기 위한 결정적 조건은 국가 줄기세포 기증 프로그램을 채택하고 세계 골수 기증 협회(WMDA), 미국 국가 골수 기증 프로그램(NMDP) 및 기타 등록 기관을 통해 다른 국가와의 국제 협력을 발전시키는 것입니다.

제대혈 조혈모세포 이식 개발의 짧은 역사를 요약하자면, 70년대 초 임상에서 제대혈 사용 가능성에 대한 최초의 가정이 제기되었고, 이러한 가정은 80년대 동물 실험 연구 결과를 통해 확인되었으며, 1988년에는 세계 최초로 제대혈 조혈모세포를 인체에 이식하는 데 성공했습니다. 이후 전 세계적인 제대혈 은행 네트워크가 구축되기 시작했습니다. 10년 만에 제대혈 조혈모세포 이식 환자 수는 800명에 육박했습니다. 그중에는 종양(백혈병, 림프종, 고형 종양)과 비종양(선천성 면역결핍증, 빈혈, 대사 장애 관련 질환)을 가진 환자들이 포함되었습니다.

제대혈의 초기 전구세포와 결정세포 전구세포 함량은 성인의 말초혈액보다 높습니다. 과립구-대식세포 콜로니 형성 단위(GCU) 수와 증식 잠재력 측면에서, 성장 인자를 투여한 후에도 제대혈은 성인의 말초혈액을 크게 능가합니다. 체외 장기 세포 배양에서 골수 세포보다 제대혈 세포의 증식 활성과 생존력이 더 높은 것으로 나타났습니다. 제대혈 줄기세포 이식에서 중요한 요소는 유핵세포의 수와 조혈 잠재력, 거대세포바이러스 감염 여부, 공여자와 수혜자의 HLA 적합성, 환자의 체중과 연령입니다.

그러나 제대혈 줄기세포 이식은 중증 혈액 질환, 특히 소아의 치료를 위해 골수 이식의 대안으로 고려되어야 합니다. 제대혈 줄기세포 이식의 임상적 문제점들은 점차 해결되고 있습니다. 이미 제대혈 세포를 채취, 분리 및 동결보관하는 매우 효과적인 방법들이 존재하고, 제대혈 은행 설립을 위한 환경이 조성되었으며, 유핵세포 검사 방법들이 개선되고 있습니다. 제대혈 조혈줄기세포 은행을 구축할 때, 대량으로 제대혈을 확보하는 경우 3% 젤라틴 용액과 6% 히드록시에틸 전분 용액을 분리에 최적으로 고려해야 합니다.

P. 페레크레스텐코(P. Perekhrestenko)와 공동 저자들은 제대혈 줄기세포 이식이 다양한 기원의 조혈 기능 저하를 극복하기 위한 복잡한 치료법에서 정당한 위치를 차지해야 한다고 지적했습니다(2001). 제대혈 줄기세포는 여러 가지 중요한 장점을 가지고 있으며, 그중 가장 중요한 장점은 조달이 비교적 간단하고, 공여자의 위험이 없으며, 신생아 세포의 바이러스 오염이 적고, 이식 비용이 비교적 저렴하다는 것입니다. 일부 저자들은 제대혈 이식은 골수 이식보다 이식편대숙주반응(GVRH) 관련 합병증이 덜 수반된다고 지적하는데, 이는 제대혈 세포의 HLA-DR 항원 발현이 약하고 제대혈 세포의 미성숙성 때문이라고 주장합니다. 그러나 탯줄 혈액의 핵이 있는 세포의 주요 집단은 T 림프구(CD3 양성 세포)이며, 그 함량은 약 50%로 성인의 말초 혈액보다 20% 적지만 이러한 출처의 T 세포 아형의 표현형 차이는 미미합니다.

제대혈 줄기세포 이식의 생존율에 직접적으로 영향을 미치는 요인으로는 환자의 연령(1세에서 5세 사이의 수혜자에게서 가장 좋은 결과가 관찰됨), 질병의 조기 진단, 그리고 백혈병의 형태(급성 백혈병에서 치료 효과가 유의미하게 높음)가 있습니다. 유핵 제대혈 세포의 양과 수혜자와의 HLA 적합성은 매우 중요합니다. 종양혈액학에서 제대혈 조혈줄기세포 이식의 임상적 효과에 대한 분석 결과, 관련 이식을 사용했을 때 가장 좋은 치료 결과가 나타났다는 것은 우연이 아닙니다. 이 경우 1년 무재발 생존율은 63%에 달하는 반면, 관련 없는 이식은 29%에 불과합니다.

따라서 제대혈에 존재하는 많은 수의 줄기세포와 신생아 조혈모세포의 높은 재생 능력은 종양혈액학 환자의 동종이식에 사용될 수 있도록 합니다. 그러나 제대혈 조혈모세포 이식 후 조혈작용의 재현은 "시간에 따라 늘어남"을 의미합니다. 말초혈액의 호중구 함량은 일반적으로 6주차 말에 회복되고 혈소판 감소증은 일반적으로 6개월 후에 사라집니다. 또한, 제대혈 조혈모세포의 미성숙은 면역학적 충돌을 배제하지 않습니다. 수혜자의 각각 23%와 25%에서 중증 급성 및 만성 이식편대숙주병이 관찰됩니다. 제대혈 세포 이식 후 1년 말까지 급성 백혈병이 재발하는 경우는 26%입니다.

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